Механізми міофібрилогенезу та формування саркомерів у кардіоміоцитах

Автор(и)

DOI:

https://doi.org/10.26641/1997-9665.2025.2.88-96

Ключові слова:

саркомерогенез, міофібрили, кардіоміоцити, механобіологія, вставні диски, мітохондрії, нормальний розвиток

Анотація

Актуальність. Формування саркомерів і організація міофібрил є критично важливими для скоротливої функції серцевого м’яза та лежать в основі нормального розвитку серця. Розуміння принципів їх самоорганізації дозволяє поглибити знання про морфогенез серцевої тканини в нормі, що має значення для фундаментальної біології клітин. Мета – систематизувати дані щодо механобіологічних механізмів, що лежать в основі нормального формування саркомерів і міофібрил у кардіоміоцитах, а також ролі механічної напруги, мітохондрій та вставних дисків у цих процесах. Методи. Проведено аналітичний огляд сучасної наукової літератури, присвяченої структурогенезу саркомерів і міофібрил. У роботі узагальнено результати морфологічних, біофізичних і молекулярно-біологічних досліджень, отриманих переважно з моделей in vivo. Результати. Формування саркомерів є динамічним процесом, у якому механічна напруга координує впорядкування актинових і міозинових ниток за участі білка тітину. Міофібрили дозрівають у тісному зв’язку з мітохондріями, чия архітектура адаптується до енергетичних потреб клітини. Дослідження демонструють, що моторна активність міозину необхідна для формування довгих міофібрил, а актин-зв’язувальні білки стабілізують їх локально. Вставні диски виконують не лише структурну, але й морфогенетичну функцію, виступаючи місцями включення нових саркомерів, що забезпечує ріст і впорядкування скоротливого апарату за умов змін навантаження. Підсумок. Міофібрилогенез – це багаторівневий процес, який інтегрує механічні сигнали, молекулярні взаємодії та архітектурну організацію клітини. Подальші дослідження мають зосередитися на механізмах самоорганізації саркомерів у різних типах м’язової тканини за умов нормального й аномального розвитку.

Посилання

Luis NM, Schnorrer F. Mechanobiology of muscle and myofibril morphogenesis. Cells Dev. 2021;168:203760. doi: 10.1016/j.cdev.2021.203760.

Avellaneda J, Rodier C, Daian F, Brouilly N, Rival T, Luis NM, Schnorrer F. Myofibril and mitochondria morphogenesis are coordinated by a mechanical feedback mechanism in muscle. Nat Commun. 2021;12(1):2091. doi: 10.1038/s41467-021-22058-7.

Herzog W. What Can We Learn from Single Sarcomere and Myofibril Preparations? Front Physiol. 2022;13:837611. doi: 10.3389/fphys. 2022.837611.

Douglas CM, Bird JE, Kopinke D, Esser KA. An optimized approach to study nanoscale sarcomere structure utilizing super-resolution microscopy with nanobodies. PLoS One. 2024;19(4):e0300348. doi: 10.1371/journal.pone. 0300348.

Lookin O, de Tombe P, Boulali N, Gergely C, Cloitre T, Cazorla O. Cardiomyocyte sarcomere length variability: Membrane fluorescence versus second harmonic generation myosin imaging. J Gen Physiol. 2023;155(4):e202213289. doi: 10.1085/jgp.202213289.

Lookin O, Boulali N, Cazorla O, de Tombe P. Impact of stretch on sarcomere length variability in isolated fully relaxed rat cardiac myocytes. Pflugers Arch. 2023;475(10):1203-1210. doi: 10.1007/s00424-023-02848-2.

Li J, Sundnes J, Hou Y, Laasmaa M, Ruud M, Unger A, Kolstad TR, Frisk M, Norseng PA, Yang L, Setterberg IE, Alves ES, Kalakoutis M, Sejersted OM, Lanner JT, Linke WA, Lunde IG, de Tombe PP, Louch WE. Stretch Harmonizes Sarcomere Strain Across the Cardiomyocyte. Circ Res. 2023;133(3):255-270. doi: 10.1161/ CIRCRESAHA.123.322588.

Kobirumaki-Shimozawa F, Oyama K, Nakanishi T, Ishiwata S, Fukuda N. Asynchronous movement of sarcomeres in myocardium under living conditions: role of titin. Front Physiol. 2024;15:1426545. doi: 10.3389/fphys.2024.1426545.

Bennett PM. From myofibril to membrane; the transitional junction at the intercalated disc. Front Biosci (Landmark Ed). 2012;17(3):1035-50. doi: 10.2741/3972. PMID: 22201789.

Wilson AJ, Schoenauer R, Ehler E, Agarkova I, Bennett PM. Cardiomyocyte growth and sarcomerogenesis at the intercalated disc. Cell Mol Life Sci. 2014;71(1):165-81. doi: 10.1007/s00018-013-1374-5.

Loison O, Weitkunat M, Kaya-Çopur A, Nascimento Alves C, Matzat T, Spletter ML, Luschnig S, Brasselet S, Lenne PF, Schnorrer F. Polarization-resolved microscopy reveals a muscle myosin motor-independent mechanism of molecular actin ordering during sarcomere maturation. PLoS Biol. 2018;16(4):e2004718. doi: 10.1371/journal.pbio. 2004718.

Lemke SB, Schnorrer F. Mechanical forces during muscle development. Mech Dev. 2017;144(Pt A):92-101. doi: 10.1016/j.mod.2016.11.003.

de Souza Leite F, Rassier DE. Sarcomere Length Nonuniformity and Force Regulation in Myofibrils and Sarcomeres. Biophys J. 2020;119(12):2372-7. doi: 10.1016/ j.bpj.2020.11.005.

Rassier DE. Sarcomere mechanics in striated muscles: from molecules to sarcomeres to cells. Am J Physiol Cell Physiol. 2017;313(2):C134-C145. doi: 10.1152/ajpcell.00050.2017.

Lehman SJ, Crocini C, Leinwand LA. Targeting the sarcomere in inherited cardiomyopathies. Nat Rev Cardiol. 2022;19(6):353-63. doi: 10.1038/s41569-022-00682-0.

Barefield DY, Alvarez-Arce A, Araujo KN. Mechanisms of Sarcomere Protein Mutation-Induced Cardiomyopathies. Curr Cardiol Rep. 2023;25(6): 473-84. doi: 10.1007/s11886-023-01876-9.

Yotti R, Seidman CE, Seidman JG. Advances in the Genetic Basis and Pathogenesis of Sarcomere Cardiomyopathies. Annu Rev Genomics Hum Genet. 2019;20:129-53. doi: 10.1146/annurev-genom-083118-015306.

Alsulami K, Marston S. Small Molecules acting on Myofilaments as Treatments for Heart and Skeletal Muscle Diseases. Int J Mol Sci. 2020;21(24):9599. doi: 10.3390/ijms21249599.

Toepfer CN, Garfinkel AC, Venturini G, Wakimoto H, Repetti G, Alamo L, Sharma A, Agarwal R, Ewoldt JK, Cloonan P, Letendre J, Lun M, Olivotto I, Colan S, Ashley E, Jacoby D, Michels M, Redwood CS, Watkins HC, Day SM, Staples JF, Padrón R, Chopra A, Ho CY, Chen CS, Pereira AC, Seidman JG, Seidman CE. Myosin Sequestration Regulates Sarcomere Function, Cardiomyocyte Energetics, and Metabolism, Informing the Pathogenesis of Hypertrophic Cardiomyopathy. Circulation. 2020;141(10):828-42. doi: 10.1161/CIRCULATIONAHA.119.042339.

Cohn R, Thakar K, Lowe A, Ladha FA, Pettinato AM, Romano R, Meredith E, Chen YS, Atamanuk K, Huey BD, Hinson JT. A Contraction Stress Model of Hypertrophic Cardiomyopathy due to Sarcomere Mutations. Stem Cell Reports. 2019;12(1):71-83. doi: 10.1016/j.stemcr.2018.11. 015.

Shati AA, Zaki MSA, Alqahtani YA, Haidara MA, Alshehri MA, Dawood AF, Eid RA. Intermittent Short-Duration Re-oxygenation Attenuates Cardiac Changes in Response to Hypoxia: Histological, Ultrastructural and Oxidant/Antioxidant Parameters. Br J Biomed Sci. 2022;79:10150. doi: 10.3389/bjbs.2022.10150.

Dwyer KD, Snyder CA, Coulombe KLK. Cardiomyocytes in Hypoxia: Cellular Responses and Implications for Cell-Based Cardiac Regenerative Therapies. Bioengineering (Basel). 2025;12(2):154. doi: 10.3390/bioengineering12020154.

Hassoun R, Budde H, Mügge A, Hamdani N. Cardiomyocyte Dysfunction in Inherited Cardiomyopathies. Int J Mol Sci. 2021;22(20):11154. doi: 10.3390/ijms222011154.

Waleczek FJG, Cipriano G, Haas JA, Garg A, Pfanne A, Just A, Neumüller S, Hegermann J, Pich A, Radocaj A, Xiao K, Weber N, Thum T. Prolonged Hypoxia in Rat Living Myocardial Slices Affects Function, Expression, and Structure. Int J Mol Sci. 2024;26(1):218. doi: 10.3390/ijms26010218.

##submission.downloads##

Опубліковано

2025-07-30

Номер

Розділ

Статті