Морфологічні та біохімічні аспекти розвитку базальної мембрани кровоносних мікросудин на ранніх стадіях пренатального онтогенезу людини

Автор(и)

DOI:

https://doi.org/10.26641/1997-9665.2025.2.66-72

Ключові слова:

кровоносні мікросудини, базальна мембрана, глікозаміноглікани, пренатальний онтогенез.

Анотація

Актуальність. В пренатальному періоді онтогенезу базальна мембрана кровоносних судин відіграє велику роль в процесах морфогенезу, розвитку ембріональних тканин і є одним із основних факторів диференціювання судинної стінки. Метою нашого дослідження стало вивчення на ультраструктурному рівні морфологічних та гістохімічних закономірностей становлення та розвитку базальної мембрани кровоносних мікросудин в ранньому періоді пренатального онтогенезу людини. Методи. Об’єктом дослідження стали 10 ембріонів та плодів людини віком 4-5 - 12-14 тижнів пренатального онтогенезу із колекції професора Шевченко О.О. кафедри описової та клінічної анатомії Національного медичного університету імені О.О.Богомольця. Матеріал для дослідження був оброблений загальноприйнятим методом для трансмісійної електронної мікроскопії. Для візуалізації на ультраструктурному рівні глікозаміногліканів в стінці кровоносних мікросудин, ультратонкі зрізи забарвлювалися рутенієвим червоним за методом G.Geyer. Результати. На ранніх стадіях пренатального онтогенезу первинні мікросудини типу протокапілярів вистелені береговими клітинами, які являють собою проміжну форму між веретеноподібними мезенхімацитами та примордіальними ендотеліоцитами. Базальна мембрана відсутня. Перші ознаки формування базальної мембрані виявляються на аблюмінальній поверхні зони перикаріону примордіальних ендотеліоцитів кроносних мікросудин на 5-6 тижні пренатального онтогенезу. Поступово фрагменти базальної мембрани збільшуються у розмірах, зливаються між собою, формуючи суцільні ділянки різної протяжності. На 6-7 тижні пренатального онтогенезу в базальній мембрані мікросудин виявляються глікозаміноглікани. Під час забарвлення рутенієвим червоним на аблюмінальній поверхні ендотеліоцитів первинних мікросудин типу протокапілярів виявляються нечисельні подовженої форми гранули, які розташовані нерегулярно. З ростом плода визначається збільшення чисельності рутеній-позитивних гранул в базальній мембрані судин, які розташовані в один шар. Підсумок. На ранніх стадіях пренатального онтогенезу відбувається поступове структурне і біохімічне становлення базальних мембран кровоносних судин. Виявлені ланкові та органоспецічні особливості розвитку базальної мембрани кровоносних мікросудин, що обумовлені різними темпами появи та різним ступенем її розвитку.

Посилання

Vozna KhI, Moskaliuk VD, Sorakhan VD. Endoteliĭ: funktsionalni vlastyvosti ta ioho dysfunktsiia (ohliad literatury iz materialamy vlasnykh doslidzhen). Klin Exp Patol. 2015;14(1):209–14.

Chiang HY, Korshunov VA, Serour A, Shi F, Sottile J. Fibronectin is an important regulator of flow-induced vascular remodeling. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2009;29(7):1074–9.

Kelley LC, Lohmer LL, Hagedorn EJ, Sherwood DR. Traversing the basement membrane in vivo: a diversity of strategies. J Cell Biol. 2014;204(3):291–302. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/24493586/

Mak K, Mei R. Basement membrane type IV collagen and laminin: an overview of their biology and value as fibrosis biomarkers of liver disease. Anat Rec (Hoboken). 2017;300(8):1371–90. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/28187500/

Smith LT, Holbrook KA, Madri JA. Collagen types I, III and V in human embryonic and fetal skin. Am J Anat. 1986;173(4):507–21.

Amenta PS, Gay S, Vebers A, Martinez-Hernandez A. The extracellular matrix in an integrated unit: ultrastructural localization of collagen types I, III, IV, V, VI, fibronectin and laminin in human term placenta. Coll Relat Res. 1986;6(2):125–52.

Bohnert A, Hornung J, Mackenzie JC, Pusztaszeri NE. Epithelial-mesenchymal interactions control basement membrane production and differentiation in cultured and transplanted mouse keratinocytes. Cell Tissue Res. 1986;244(2):413–29.

Glanville RW. Type IV collagen: structure and function. In: Mayne R, Burgeson RE, editors. Collagen Types. Orlando: Academic Press; 1987:43–79.

Grant DS, Leblond CP. Immunogold quantitation of laminin, type IV collagen and heparan sulfate proteoglycan in a variety of basement membranes. J Histochem Cytochem. 1988;36(3):271–83.

Arnold G. Transmissions-elektronenmikroskopische Untersuchungen an Kollagen-Mikrofibrillen in Sehnen. C I T. 1985;29(2):22–25.

Abrahamson DR, St John PL, Stroganova L, Zelenchuk A, Steenhard BM. Laminin and type IV collagen isoform substitutions occur in temporally and spatially distinct patterns in developing kidney glomerular basement membranes. J Histochem Cytochem. 2013;61(9):706–18. https://doi:10.1369/0022155413501677

Ahtiainen L, Uski I, Thesleff I, Mikkola ML. Early epithelial signaling center governs tooth budding morphogenesis. J Cell Biol. 2016;214(7):753–67. https://doi:10.1083/jcb.201512074

Laurie GW, Bing JT, Kleinman HK, Hassell JR, Aumailley M, Martin GR, Feldman RJ. Localization of binding sites for laminin, heparan sulfate proteoglycan and fibronectin on basement membrane (type IV) collagen. J Mol Biol. 1986;187(1):205–16.

Klepacek I, Seichert V, Stingl J. Ultrastructure of the peripheral vascular network of the wing of the chick embryo between the second and eighth day of incubation (HH stages 18–31). Folia Morphol (Praha). 1986;34(4):346–51.

Bertossi M, Ribatti D, Roncali L. Ultrastructural features of the vasculogenic processes in the thyroid and suprarenal glands of the chick embryo. J Submicrosc Cytol. 1987;19(1):119–28.

Fessler J, Fessler LI. Type V collagen. In: Mayne R, Burgeson RE, editors. Collagen Types. Orlando: Academic Press; 1987:81–103.

Smith LT, Holbrook KA, Madri JA. Collagen types I, III and V in human embryonic and fetal skin. Am J Anat. 1986;173(4):507–21.

Schuppan D, Seckert J, Boehm H, Hahn EG. Immunofluorescent localization of type V collagen as a fibrillar component of the interstitial connective tissue of human oral mucosa, artery and liver. Cell Tissue Res. 1986;243(3):535–43.

Yannariello-Brown J, Wewer UM, Liotta LA, Madri JA. Distribution of a 69-kD laminin-binding protein in aortic and microvascular endothelial cells: modulation during cell attachment, spreading and migration. J Cell Biol. 1988;106(5):1773–86.

Dolhikh H, Netronina O, Maslak H, Abraimova O. Genetically determined features of influence of molecular structure of separate isoforms of fibronectin on pathogenetically significant metabolic processes in the body (literature review). Lab Diagn East Eur. 2018;7(3):342–59.

Chiang HY, Korshunov VA, Serour A, Shi F, Sottile J. Fibronectin is an important regulator of flow-induced vascular remodeling. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2009;29(7):1074–9.

Chang J, Chaudhuri O. Beyond proteases: basement membrane mechanics and cancer invasion. J Cell Biol. 2019;218(8):2456–69. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/31315943/

Hsiao CT, Cheng HW, Huang CM, Li HR, Ou MH, Huang JR, Khoo KH, Yu HW, Chen YQ, Wang YK, Chiou A, Kuo JC. Fibronectin in cell adhesion and migration via N-glycosylation. Oncotarget. 2017;8:70653–68.

Dolhikh H, Netronina O, Maslak H, Abraimova O. Genetically determined features of influence of molecular structure of separate isoforms of fibronectin on pathogenetically significant metabolic processes in the body (literature review). Lab Diagn East Eur. 2018;7(3):342–59.

Vogel V. Unraveling the mechanobiology of extracellular matrix. Annu Rev Physiol. 2018;80:353–87. https://doi:10.1146/annurev-physiol-021317-121312

Hsiao CT, Cheng HW, Huang CM, Li HR, Ou MH, Huang JR, et al. Fibronectin in cell adhesion and migration via N-glycosylation. Oncotarget. 2017;8:70653–68.

Hielscher A, Ellis K, Qiu C, Porterfield J, Gerecht S. Fibronectin deposition participates in extracellular matrix assembly and vascular morphogenesis. PLoS One. 2016;11(1):e0147600. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0147600

Simionescu N, Palade GE. The cerebral microvasculature of the rat: structure and luminal surface properties during early development. J Submicrosc Cytol Pathol. 1988;20(2):243–61.

Murrey I, Leblond CP. Immunoelectron microscopy of endothelial cells in rat incisor suggests that most basement membrane components are produced by young cells, whereas heparan sulfate proteoglycan is produced by both young and old cells. J Histochem Cytochem. 1988;36(7):763–73.

Murphy MU, Carlson EC. An ultrastructural study of developing extracellular matrix in vitelline blood vessels of the early chick embryo. Am J Anat. 1978;151:345–76.

Obberghen-Schilling VE, Tucker RP, Saupe F, Gasser I, Cseh B, Orend G. Fibronectin and tenascin-C: accomplices in vascular morphogenesis during development and tumor growth. Int J Dev Biol. 2011;55:511–25.

Hielscher A, Ellis K, Qiu C, Porterfield J, Gerecht S. Fibronectin deposition participates in extracellular matrix assembly and vascular morphogenesis. PLoS One. 2016;11(1):e0147600. doi: 10.1371/journal.pone.0147600

Geyer G. Histochemische Arbeitsvorschriften für die Elektronenmikroskopie. Jena: VEB Gustav Fischer Verlag; 1973. 488 p.

Tsyhykalo OV, Boichuk TM, Khodorovska AA, Stolyar DB, Andrushchak LA. Morphogenesis of liver blood vessels and extrahepatic bile ducts in the early period of human ontogenesis. Klin Anat Oper Khir. 2025;24(1):35–47. https://doi:10.24061/1727-0847.24.1.2025.06

Choldakov C, Lasarov N, Ichtv N. Localization of newly synthesized protein precursors of basement membranes in the embryonic central nervous system as revealed by radioautography. Acta Histochem. 1987;82(2):153–8.

Kitten GT, Warkwald D, Solender DL. Distribution of basement membrane antigens in cryopreserved early embryonic hearts. Anat Rec. 1987;217(4):379–90.

Bar RS, Dake BL, Spanheimer FG. Sulfated glycosaminoglycans in cultured endothelial cells from capillaries and large vessels of human and bovine origin. Atherosclerosis. 1985;56:11–26.

##submission.downloads##

Опубліковано

2025-07-30

Номер

Розділ

Статті