Ремоделювання кістки нижньої щелепи після трансплантації натурального колагену: гістологічні, імуногістохімічні та ультраструктурні аспекти

Автор(и)

  • I.V. Chelpanova Львівський національний медичний університет імені Данила Галицького, Львів, Україна https://orcid.org/0000-0001-5215-814X

DOI:

https://doi.org/10.26641/1997-9665.2023.2.75-84

Ключові слова:

нижня щелепа, зубощелепний апарат, регенерація кісткової тканини, октакальційфосфат, хітозан, гістоструктура, імуногістохімія, ультраструктура

Анотація

У статті представлені результати дослідження гістологічних, імуногістохімічних та ультраструктурних характеристик кістково-керамічного регенерату після трансплантації натурального колагену в експериментальний дефект нижньої щелепи кролика, оскільки повна та якісна регенерація кісток щелепно-лицевої ділянки, її механізми та динаміка залишаються не до кінця вивченими, потребують уточнення і деталізації. Мета дослідження – визначити динаміку гістологічних, імуногістохімічних та ультраструктурних змін у кістці нижньої щелепи кролика після її травматичного ушкодження із наступним заміщенням дефекту натуральним колагеном. Методи. Досліди виконано на 89 кроликах-самцях віком 6-7 міс, масою 2,5-3,0 кг. 20 тварин становили контрольну групу, 64 – дві експериментальні. Ще 5 інтактних тварин було використано для вивчення нормальної структури кісткової тканини досліджуваної ділянки нижньої щелепи. До контрольної групи увійшли тварини з дефектом кісткової тканини, який загоювався під кров’яним згустком. Першу експериментальну групу складали кролики, у яких кістковий дефект заповнювали натуральним колагеном Collacone («Botiss dental», Germany) (Кол-К). Другу групу складали кролики, у яких кістковий дефект заповнювали натуральним колагеном з одночасним дом’язовим введенням лінкоміцину у дозі 12 мг/кг маси тварини 1 раз на добу впродовж 6 діб (Кол-К-Лінкоміцин). Контроль посттравматичного стану кісткової тканини в ділянці дефекту здійснювали впродовж 84 діб з використанням наступних методик: моделювання кісткового дефекту, світлооптична оцінка гістоструктури декальцинованої кістки, імуногістохімічне визначення експресії маркерів CD34, Calcitonin, Ki-67, трансмісійна електронна мікроскопія. Результати та підсумок. При аугментації експериментального дефекту із застосуванням натурального колагену відбувається інтенсивна стимуляція неоваскулогенезу та утворення численних острівців десмального остеогенезу не лише на периферії, а й у внутрішніх ділянках регенерату, проте відновлення періосту на поверхні імплантованого матеріалу здійснюється стриманими темпами протягом перших трьох тижнів експерименту. В цей період на тлі збереженої запальної інфільтрації остеокондуктивний ефект колагенового імплантату реалізується через утворення розвиненої губчастої структури грубоволокнистих трабекул за рахунок активної міграції остеопрогеніторних клітин, високої мітотичної і синтетичної активності згрупованих остеобластів, хоча ступінь їх дозрівання залишається обмеженим. Внаслідок переважання проліферативної динаміки (за даними вивчення експресії маркерів Ki-67 і CD34) над швидкістю дозрівання остеогенних клітин через 5 тижнів після імплантації кістковий регенерат являє собою щільну сітку грубоволокнистих трабекул з поодинокими локусами ремоделювання без з ознак компактизації. Через 8 тижнів по всьому об’єму репаративного регенерату відбувається активне ремоделювання трабекул з утворенням примітивних кісткових пластинок, які за рахунок прискореного фіброгенезу та обмеженого дозрівання остеоцитів містять численні ультраструктурні ознаки невпорядкованого упакування гетероморфних колагенових волокон і їх пучків у складі кісткового матриксу. Наприкінці експерименту імплантація натурального колагену забезпечує повне відновлення періосту, часткову інтеграцію з материнською кісткою та завершення ремоделювання новоутворених трабекул, проте варіативні за геометрією кісткові пластинки, новоутворені остеони та остеоцитарна лакуно-канальцева система остеорегенерату суттєво відрізняються від інтактної структури. Імплантація натурального колагену із застосуванням лінкоміцину зумовлює ефективну редукцію альтеративних і запальних змін у зоні експериментального дефекту, проте не впливає на темпи відновлення періосту. У перші три тижні після імплантації остеокондуктивний потенціал екзогенного колагену проявляється прискореною васкуляризацією периферичних і глибоких зон регенерату, посиленою міграцією та проліферацією малодиференційованих попередників фібробластів і остеобластів, суттєвим збільшенням кількості і щільності осередків перетинчастого остеогенезу. Впродовж 4-го і 5-го тижнів щільна губчаста гістоархітектура остеорегенерату по всьому об’єму експериментального дефекту, яка побудована з новоутворених грубоволокнистих трабекул і численних дрібних фібротичних ділянок, містить остеобласти з високою секреторною активністю та поодинокі остеоцити з незрілою ультраструктурою. Процеси ремоделювання з утворенням примітивних кісткових пластинок ініціюються на периферії остеорегенерату з боку мінералізованих відновлених трабекул материнської губчастої кістки, які виступають тригером дозрівання остеогенних клітин. У період від 8-го до 12-го тижня після імплантації натурального колагену на тлі активації остеокластів ремоделювання трабекул здійснюється синхронно по всьому об’єму остеорегенерату, що супроводжується посиленням синтезу колагену у складі кісткових пластинок і, навпаки, його редукцією у міжтрабекулярних просторах. Поступова компактизація та мінералізація пластинчастої кісткової тканини призводить до формування примітивної лакуно-канальцевої системи, забезпечує значну, але не повну остеоінтеграцію регенерату, супроводжується обмеженням проліферативної активності диферонів фібробластів і остеобластів, дозріванням більшості остеоцитів і стабілізацією загальної гістоархітектури остеорегенерату.

Посилання

Campana V, Milano G, Pagano E, et al. Bone substitutes in orthopaedic surgery: from basic science to clinical practice. J Mater Sci Mater Med. 2014;25(10):2445-2461. https://doi.org/10.1007/s10856-014-5240-2

Valtanen, R. S., Yang, Y. P., Gurtner, G. C., Maloney, W. J., & Lowenberg, D. W. Synthetic and Bone tissue engineering graft substitutes: What is the future?. Injury. 2021;52(2):S72-S77. https://doi.org/10.1016/j.injury.2020.07.040

Buss DJ, Kröger R, McKee MD, Reznikov N. Hierarchical organization of bone in three dimensions: A twist of twists. J Struct Biol X. 2021;6:100057. doi:10.1016/j.yjsbx.2021.100057.

Li Y, Liu Y, Li R, Bai H, Zhu Z, Zhu L, et al. Collagen-based biomaterials for bone tissue engineering. Mater. Des. 2021;210:110049. doi:10.1016/j.matdes.2021.110049.

Tabrizi R, Khorshidi H, Shahidi S, Gholami M, Kalbasi S, Khayati A. Use of lincomycin-impregnated demineralized freeze-dried bone allograft in the periodontal defect after third molar surgery. J Oral Maxillofac Surg. 2014;72(5):850-857. doi:10.1016/j.joms.2013.11.028

Winkler T, Sass FA, Duda GN, Schmidt-Bleek K. A review of biomaterials in bone defect healing, remaining shortcomings and future opportunities for bone tissue engineering: The unsolved challenge. Bone Joint Res. 2018;7(3):232-243. https://doi.org/10.1302/2046-3758.73.BJR-2017-0270.R1

Everts V, Niehof A, Tigchelaar-Gutter W, Beertsen W. Transmission Electron Microscopy of Bone. Methods Mol Biol. 2019;1914:617-629. https://doi.org/10.1007/978-1-4939-8997-3_32

Niikura T, Oda T, Jimbo N, et al. Immunohistochemical analysis revealed the expression of bone morphogenetic proteins-4, 6, 7, and 9 in human induced membrane samples treated with the Masquelet technique. J Orthop Surg Res. 2022;17(1):29. https://doi.org/10.1186/s13018-022-02922-y

Mulish M, Welsh U. (Eds.). Romeis Mikroscopiche technic. Heidelberg: Spektrum Akademischer Verlag; 2010. 551 p. https://doi.org/ 10.1007/978-3-8274-2254-5

Suvarna SK, Layton C, Bancroft GD. (Eds.). Bancroft's Theory and Practice of Histological Techniques, 8th Edition. Elsevier; 2019. 558 p. doi: 10.1016/B978-0-7020-6864-5.00008-6

Magaki S, Hojat SA, Wei B, So A, Yong WH. An Introduction to the Performance of Immunohistochemistry. Methods Mol Biol. 2019;1897:289-98. https://doi.org/10.1007/978-1-4939-8935-5_25

Nguyen T. Immunohistochemistry: A Technical Guide to Current Practices. Cambridge: Cambridge University Press; 2022. 272 p.

Glauert AM. Recent advances of high voltage electron microscopy in biology. J Microsc. 1979;117(1):93-101. https://doi.org/10.1111/j.1365-2818.1979.tb00233.x

Hayat МА. Principles and techniques of electron microscopy: Biological applications [4th ed.]. Cambridge : Cambridge University Press; 2000. 543 p.

European Convention for the protection of vertebrate animals used for experimental and other scientific purposes. Strasburg: Council of Europe. 1986;123:52.

Directive 2010/63/EU of the European Parliament and of the Council of 22 September 2010 on the Protection of Animals Used for Scientific Purposes. Off J Eur Union. 2010;53(L276):33-79.

##submission.downloads##

Опубліковано

2023-07-15

Номер

Розділ

Статті