Перебудови кістки нижньої щелепи після трансплантації октакальційфосфату та хітозану: гісто-логічні, імуногістохімічні та ультраструктурні аспекти

Автор(и)

  • I.V. Chelpanova Львівський національний медичний університет імені Данила Галицького, Львів, Україна https://orcid.org/0000-0001-5215-814X

Ключові слова:

нижня щелепа, зубощелепний апарат, регенерація кісткової тканини, октакальційфосфат, хітозан, гісто-структура, імуногістохімія, ультраструктура.

Анотація

У статті представлені результати дослідження гістологічних, імуногістохімічних та ультраструктурних характеристик кістково-керамічного регенерату після трансплантації октакальційфосфату (ОКФ-Н) і хітозану в експериментальний дефект нижньої щелепи кролика, оскільки повна та якісна регенерація кісток щелепно-лицевої ділянки, її механізми та динаміка залишаються не до кінця вивченими, потребують уточнення і деталізації. Мета дослідження – визначити динаміку гістологічних, імуногістохімічних та ультраструктурних змін у кістці нижньої щелепи кролика після її травматичного ушкодження із наступним заміщенням дефекту остеопластичним матеріалом ОКФ-Н і активованим хітозаном. Методи. Досліди виконано на 89 кроликах-самцях віком 6-7 міс, масою 2,5-3,0 кг. 20 тварин становили контрольну групу, 64 – дві експериментальні, по 32 в кожній. Ще 5 інтактних тварин було використано для вивчення нормальної структури кісткової тканини досліджуваної ділянки нижньої щелепи. До контрольної групи увійшли тварини з дефектом кісткової тканини, який загоювався під кров’яним згустком. Першу експериментальну групу складали 32 кролики, у яких кістковий дефект заповнювали модифікованим натуральним октакальційфосфатом з сумішшю хітозану та ампіциліну (ОКФ-Н-Хітозан-Ампіцилін). Другу експериментальну групу складали 32 кролики, у яких кістковий дефект заповнювали активованим хітозаном (Хітозан-А). Контроль посттравматичного стану кісткової тканини в ділянці дефекту здійснювали впродовж 84 діб з використанням наступних методик: моделювання кісткового дефекту, світлооптична оцінка гістоструктури декальцинованої кістки, імуногістохімічне визначення експресії маркерів CD34, Calcitonin, Ki-67, трансмісійна електронна мікроскопія. Рельєфні зміни вивчали шляхом скануючої електронної мікроскопії. Результати та підсумок. Пошарова імплантація матеріалу ОКФ-Н-Хітозан-Ампіцилін (зовнішній сегмент трансплантату – комплекс хітозану з ампіциліном, внутрішній сегмент – гранули модифікованого натурального октакальційфосфату) створює умови для реалізації ефекту вторинної остеоіндукції. Зокрема, через 1 тиждень після імплантації під щільним хітозановим покриттям утворюється зона гіпоксії, яка індукує інтенсивне відновлення періосту та активує неоваскулогенез із супровідною міграцією і цитодиференціюванням остеопрогеніторних клітин з двох напрямів: 1) від мікросудин відновленого періосту та 2) від ушкоджених трабекул материнської кістки по краях експериментального дефекту. Впродовж 2-3-го тижнів пори внутрішнього сегменту імплантату з модифікованим октакальційфосфатом забезпечують повну васкуляризацію  кістково-керамічного регенерату, насичення його острівцями десмального остеогенезу з наступним утворенням грубоволокнистих трабекул і хвилеподібним розповсюдженням процесів ремоделювання кісткової тканини від периферії регенерату в напрямку його глибокої зони. За умов застосування матеріалу Хітозан-А відбувалося обмежене зростання параметра відносного об’єму кісткової тканини в регенераті протягом досліджуваного періоду, яке за інтенсивністю змін значно поступалося динаміці у тварин контрольної групи. Імплантація активованого хітозану створює умови для інтенсивного відновлення періосту і стимулює утворення остеоїдних виростів на поверхні ушкоджених кісткових трабекул за рахунок проліферації та синтетичної діяльності остеобластів впродовж перших трьох тижнів експерименту. Через 5 тижнів у периферичних ділянках регенерату утворюється примітивна губчаста структура стоншених новоутворених трабекул і спікул з обмеженим анастомозуванням і ознаками ремоделювання грубоволокнистого матриксу в примітивні кісткові пластинки. Через 8 тижнів після імплантації активованого хітозану на тлі обмеженої остеоінтеграції в периферичних ділянках регенерату відбувається повільне дифузне ремоделювання пухко розташованих трабекул з утворенням примітивних кісткових пластинок. Ознаки компактизації новоутвореної кістки поблизу періосту з’являються лише через 12 тижнів експерименту. Остеони з деформованою геометрією містять переважно незрілі форми остеоцитів, причому орієнтація пучків колагенових волокон у складі кісткових пластинок має обмежену просторову впорядкованість на тлі значної частки аморфного остеоматриксу. Наприкінці експерименту глибока зона регенерату містить гетероморфні сполучнотканинні ділянки і пухко розташовані кісткові трабекули з ознаками незавершеного ремоделювання.

Посилання

Campana V, Milano G, Pagano E, et al. Bone substitutes in orthopaedic surgery: from basic science to clinical practice. J Mater Sci Mater Med. 2014;25(10):2445-2461. https://doi.org/10.1007/s10856-014-5240-2

Valtanen RS, Yang YP, Gurtner GC, Malo-ney WJ, Lowenberg, DW. Synthetic and Bone tissue engineering graft substitutes: What is the future?. Injury. 2021;52(2):S72-S77. https://doi.org/10.1016/j.injury.2020.07.040

Kovrlija I, Locs J, Loca D. Octacalcium phosphate: Innovative vehicle for the local biologi-cally active substance delivery in bone regenera-tion. Acta Biomater. 2021;135:27-47. https://doi.org/10.1016/j.actbio.2021.08.021

Aguilar A, Zein N, Harmouch E, Hafdi B, Bornert F, Offner D, et al. Application of chitosan in bone and dental engineering. Molecules. 2019;24(16):3009. https://doi.org/10.3390/molecules24163009

Dodero A, Scarfi S, Mirata S, Sionkowska A, Vicini S, Alloisio M, et al. Effect of crosslinking type on the physical-chemical properties and biocompat-ibility of chitosan-based electrospun membranes. Polymers (Basel). 2021;13(5):831. https://doi.org/10.3390/polym13050831

Sukpaita T, Chirachanchai S, Pimkhaokham A, Ampornaramveth RS. Chitosan-Based Scaffold for Mineralized Tissues Regeneration. Mar Drugs. 2021;19(10):551. https://doi.org/10.3390/md19100551

Winkler T, Sass FA, Duda GN, Schmidt-Bleek K. A review of biomaterials in bone defect healing, remaining shortcomings and future oppor-tunities for bone tissue engineering: The unsolved challenge. Bone Joint Res. 2018;7(3):232-243. https://doi.org/10.1302/2046-3758.73.BJR-2017-0270.R1

Everts V, Niehof A, Tigchelaar-Gutter W, Beertsen W. Transmission Electron Microscopy of Bone. Methods Mol Biol. 2019;1914:617-629. https://doi.org/10.1007/978-1-4939-8997-3_32

Niikura T, Oda T, Jimbo N, et al. Immuno-histochemical analysis revealed the expression of bone morphogenetic proteins-4, 6, 7, and 9 in hu-man induced membrane samples treated with the Masquelet technique. J Orthop Surg Res. 2022;17(1):29. https://doi.org/10.1186/s13018-022-02922-y

Xue N, Ding X, Huang R, Jiang R, Huang H, Pan X, et al. Bone tissue engineering in the treatment of bone defects. Pharmaceuticals. 2022;15:879. https://doi.org/10.3390/ph15070879

Mulish M, Welsh U. (Eds.). Romeis Mikro-scopiche technic. Heidelberg: Spektrum Akad-emischer Verlag; 2010. 551 p. https://doi.org/ 10.1007/978-3-8274-2254-5

Suvarna SK, Layton C, Bancroft GD. (Eds.). Bancroft's Theory and Practice of Histologi-cal Techniques, 8th Edition. Elsevier; 2019. 558 p. https://doi.org/10.1016/B978-0-7020-6864-5.00008-6

Magaki S, Hojat SA, Wei B, So A, Yong WH. An Introduction to the Performance of Im-munohistochemistry. Methods Mol Biol. 2019;1897:289-98. https://doi.org/10.1007/978-1-4939-8935-5_25

Nguyen T. Immunohistochemistry: A Technical Guide to Current Practices. Cambridge: Cambridge University Press; 2022. 272 p.

Glauert AM. Recent advances of high volt-age electron microscopy in biology. J Microsc. 1979;117(1):93-101. https://doi.org/10.1111/j.1365-2818.1979.tb00233.x

Hayat МА. Principles and techniques of electron microscopy: Biological applications [4th ed.]. Cambridge : Cambridge University Press; 2000. 543 p.

Goldstein JI, Newbury DE, Michael JR, Ritchie NWM, Scott JHJ, Joy DC. Scanning electron microscopy and X-Ray microanalysis. New York, NY: Springer New York; 2017. https://doi.org/10.1007/978-1-4939-6676-9

Poslavska OV. [Determination of linear di-mensions and square surfaces areas of morphologi-cal objects on micrographs using ImageJ software]. Morphologia. 2016;10(3):377-81. Ukrainian.

Hruzieva TS, Lekhan VM, Ohniev VA, Ha-liienko LI, Kriachkova LV, Palamar BI, et al. [Bio-statistics]. Vinnytsia: New Book; 2020. 384 p. Ukrainian.

European Convention for the protection of vertebrate animals used for experimental and other scientific purposes. Strasburg: Council of Europe. 1986;123:52.

Directive 2010/63/EU of the European Par-liament and of the Council of 22 September 2010 on the Protection of Animals Used for Scientific Purposes. Off J Eur Union. 2010;53(L276):33-79.

##submission.downloads##

Опубліковано

2025-04-18

Номер

Розділ

Статті