Перебудови кістки нижньої щелепи після трансплантації октакальційфосфату: гістологічні, іму-ногістохімічні та ультраструктурні аспекти

Автор(и)

  • I.V. Chelpanova Львівський національний медичний університет імені Данила Галицького, Львів, Україна https://orcid.org/0000-0001-5215-814X

Ключові слова:

нижня щелепа, зубощелепний апарат, регенерація кісткової тканини, октакальційфосфат, гістоструктура, імуногістохімія, ультраструктура

Анотація

У статті представлені результати дослідження гістологічних, імуногістохімічних та ультраструктурних характеристик кістково-керамічного регенерату після трансплантації октакальційфосфату (ОКФ-Н) в експериментальний дефект нижньої щелепи кролика, оскільки повна та якісна регенерація кісток щелепно-лицевої ділянки, її механізми та динаміка залишаються не до кінця вивченими, потребують уточнення і деталізації. Мета дослідження – визначити динаміку гістологічних, імуногістохімічних та ультраструктурних змін у кістці нижньої щелепи кролика після її травматичного ушкодження із наступним заміщенням дефекту остеопластичним матеріалом ОКФ-Н. Методи. Досліди виконано на 45 кроликах-самцях віком 6-7 міс, масою 2,5-3,0 кг. 20 тварин становили контрольну групу, 20 – експериментальну. Ще 5 інтактних тварин було використано для вивчення нормальної структури кісткової тканини досліджуваної ділянки нижньої щелепи. До контрольної групи увійшли тварини з дефектом кісткової тканини, який загоювався під кров’яним згустком. Експериментальну групу складали кролики, у яких кістковий дефект заповнювали модифікованим натуральним октакальційфосфатом (ОКФ-Н). Контроль посттравматичного стану кісткової тканини в ділянці дефекту здійснювали впродовж 84 діб з використанням наступних методик: моделювання кісткового дефекту, світлооптична оцінка гістоструктури декальцинованої кістки, імуногістохімічне визначення експресії маркерів CD34, Calcitonin, Ki-67, трансмісійна електронна мікроскопія. Результати та підсумок. Остеокондуктивний ефект екзогенного модифікованого натурального октакальційфосфату реалізується через прискорення неоваскулогенезу з міграцією остеопрогеніторних клітин в напрямку від периферії до глибокої зони кістково-керамічного регенерату та через утворення численних остеогенних острівців по всьому його об’єму в перші три тижні після імплантації. Внаслідок анастомозування острівців десмального остеогенезу між собою та з відновленими трабекулами материнської кістки через 4 тижні після імплантації ОКФ-Н формується суцільна губчаста структура регенерату, яка складається з грубоволокнистих трабекул і фрагментів екзогенного октакальційфосфату, а також здійснюється відновлення періосту на поверхні імплантату з активацією остеокластів у периферичних трабекулах кістково-керамічного регенерату. Процеси ремоделювання поширюються від периферії до глибокої зони регенерату, що призводить до заміни грубоволокнистої тканини трабекул на примітивні кісткові пластинки з прискореним цитодиференціюванням численних остеоцитів. Через 5 тижнів після імплантації остеоцити з ультраструктурними ознаками зрілості з’являються поблизу відновлених мінералізованих остеонів материнської кістки і на поверхні гранул імплантованого октакальційфосфату у внутрішніх ділянках регенерату. Через 8 тижнів після імплантації ОКФ-Н на тлі компактизації новоутворених трабекул поблизу відновленого періосту відбувається нормалізація і стабілізація гістоархітектоніки остеонів у периферичних зонах регенерату, який повністю інтегрується з материнською кісткою. В глибокій зоні уповільнені процеси перетинчастого остеогенезу змінюються на активне ремоделювання з утворенням незрілих остеоцитів і примітивних кісткових пластинок. Через 12 тижнів після імплантації ОКФ-Н переважна частина кістково-керамічного регенерату містить повноцінно відновлену остеоцитарну лакуно-канальцеву систему. В глибокій зоні регенерату залишаються окремі осередки грубоволокнистої кісткової тканини, які містять помірну кількість активованих остеокластів, секреторно активні механоцити без імуногістохімічних ознак проліферації, а також дрібні ділянки фіброзування без залишків імплантованого матеріалу.

Посилання

Campana V, Milano G, Pagano E, et al. Bone substitutes in orthopaedic surgery: from basic science to clinical practice. J Mater Sci Mater Med. 2014;25(10):2445-2461. https://doi.org/10.1007/s10856-014-5240-2

Xue N, Ding X, Huang R, Jiang R, Huang H, Pan X, et al. Bone tissue engineering in the treatment of bone defects. Pharmaceuticals. 2022;15:879. https://doi.org/10.3390/ph15070879

Migliorini F, Cuozzo F, Torsiello E, Spiezia F, Oliva F, Maffulli N. Autologous bone grafting in trauma and orthopaedic surgery: an evidence-based narrative review. J Clin Med. 2021;10:4347. https://doi.org/10.3390/jcm10194347

Gillman CE, Jayasuriya AC. FDA-approved bone grafts and bone graft substitute devices in bone regeneration. Mater Sci Eng C. 2021;130:112466. https://doi.org/10.1016/j.msec.2021.112466

Kovrlija I, Locs J, Loca D. Octacalcium phosphate: Innovative vehicle for the local biologically active substance delivery in bone regeneration. Acta Biomater. 2021;135:27-47. https://doi.org/10.1016/j.actbio.2021.08.021

Suzuki O, Shiwaku Y, Hamai R. Octacalcium phosphate bone substitute materials: Comparison between properties of biomaterials and other calcium phosphate materials. Dent Mater J. 2020;39(2):187-199. https://doi.org/10.4012/dmj.2020-001

Lee EU, Kim DJ, Lim HC, Lee JS, Jung UW, Choi SH. Comparative evaluation of biphasic calcium phosphate and biphasic calcium phosphate collagen composite on osteoconductive potency in rabbit calvarial defect. Biomater Res. 2015;19:1. https://doi.org/10.1186/s40824-014-0026-7

Winkler T, Sass FA, Duda GN, Schmidt-Bleek K. A review of biomaterials in bone defect healing, remaining shortcomings and future opportunities for bone tissue engineering: The unsolved challenge. Bone Joint Res. 2018;7(3):232-243. https://doi.org/10.1302/2046-3758.73.BJR-2017-0270.R1

Everts V, Niehof A, Tigchelaar-Gutter W, Beertsen W. Transmission Electron Microscopy of Bone. Methods Mol Biol. 2019;1914:617-629. https://doi.org/10.1007/978-1-4939-8997-3_32

Niikura T, Oda T, Jimbo N, et al. Immunohistochemical analysis revealed the expression of bone morphogenetic proteins-4, 6, 7, and 9 in human induced membrane samples treated with the Masquelet technique. J Orthop Surg Res. 2022;17(1):29. https://doi.org/10.1186/s13018-022-02922-y

Mulish M, Welsh U. (Eds.). Romeis Mikroscopiche technic. Heidelberg: Spektrum Akademischer Verlag; 2010. 551 p. https://doi.org/ 10.1007/978-3-8274-2254-5

Suvarna SK, Layton C, Bancroft GD. (Eds.). Bancroft's Theory and Practice of Histological Techniques, 8th Edition. Elsevier; 2019. 558 p. https://doi.org/10.1016/B978-0-7020-6864-5.00008-6

Magaki S, Hojat SA, Wei B, So A, Yong WH. An Introduction to the Performance of Immunohistochemistry. Methods Mol Biol. 2019;1897:289-98. https://doi.org/10.1007/978-1-4939-8935-5_25

Nguyen T. Immunohistochemistry: A Technical Guide to Current Practices. Cambridge: Cambridge University Press; 2022. 272 p.

Glauert AM. Recent advances of high voltage electron microscopy in biology. J Microsc. 1979;117(1):93-101. https://doi.org/10.1111/j.1365-2818.1979.tb00233.x

Hayat МА. Principles and techniques of electron microscopy: Biological applications [4th ed.]. Cambridge : Cambridge University Press; 2000. 543 p.

European Convention for the protection of vertebrate animals used for experimental and other scientific purposes. Strasburg: Council of Europe. 1986;123:52.

Directive 2010/63/EU of the European Parliament and of the Council of 22 September 2010 on the Protection of Animals Used for Scientific Purposes. Off J Eur Union. 2010;53(L276):33-79.

##submission.downloads##

Опубліковано

2022-05-13

Номер

Розділ

Статті