DOI: https://doi.org/10.26641/1997-9665.2020.3.148-153

Індукція вакуолізації в сперматозоїдах чоловіків з олігоастенотератозооспермією після кріоконсервування з гліцерином і полівінілпіролідоном

M. P. Petrushko, O. V. Pavlovich, A. Yu. Puhovkin, I. F. Kovalenko, V. I. Pinyaev, T. O. Yurchuk

Анотація


Актуальність. Двоетапний метод з використанням проникаючого кріопротектору гліцерину є рутинним для кріоконсервування сперматозоїдів чоловіків з нормальним сперматогенезом. Однак застосування даного способу заморожування у випадку олігоастенотератозоосперміі (ОАТ) призводить до виникнення додаткових ушкоджень клітин і виникає необхідність у пошуку нових ефективних способах кріоконсервування. Вакуолізація сперматозоїдів, притаманна чоловічим гаметам, відіграє негативну роль, знижуючи здатність до запліднення клітин. Мета. Оцінка ступеня вакуолизації, індукованої в ОАТ сперматозоїдах людини після кріоконсервування двохетапним методом з використанням гліцерину та полівінілпіролідону (ПВП), молекулярною масою 360000. Методи. Виділену фракцію сперматозоїдів поділяли на 3 групи: група I – нативні сперматозоїди, II – сперматозоїди, кріоконсервовані з 10% розчином гліцерину, група III – кріоконсервовані з 10% ПВП. Результати. В групі I близько 5% сперматозоїдів містили вакуолі. У групі II кількості сперматозоїдів з однією дрібною вакуоллю збільшилася до (19,68 ± 2,27)%. А в групі III кількість клітин без вакуолей було порівняно з нативними сперматозоїдами: 95,59 ± 1,59 і (96,09 ± 2,02)% відповідно. Підсумок. Таким чином, використання проникаючого кріопротектори гліцерину в концентрації 10% для двоетапного кріоконсервування сперматозоїдів людини ініціює утворення вакуолей, в той час як застосування непроникаючої ПВП дозволяє запобігти вакуалізації.

Ключові слова


сперматозоїд; кріоконсервування; вакуолізація

Повний текст:

PDF (English)

Посилання


Buriak І, Fleck R, Goltsev A, Shevchenko N, Petrushko M, Yurchuk T, Puhovkin A, Rozanova S, Guibert EE, Robert MC, de Paz LJ, Powell-Palm MJ, Fuller B. Translation of Cryobiological Techniques to Socially Economically Deprived Populations—Part 1: Cryogenic Preservation Strategies. Journal of Medical Devices. 2020; 14(1): 010801. https://doi.org/10.1115/1.4045878.

Petrushko М.P., Pavlovich E.V., Pinyaev V.І., et al. [Apoptosis and processes of DNA fragmentation in native and cryopreserved human sperm cells at normo– and pathospermia]. Tsitol Genet. 2017; 51(4):52–56. Ukranian. doi: 10.3103/S0095452717040065

Hezavehei M, Sharafi M, Kouchesfahani HM, Henkel R, Agarwal A, Esmaeili V, Shahverdi A. Sperm cryopreservation: A review on current molecular cryobiology and advanced approaches. Reprod Biomed Online. 2018;37(3):327–339. doi:10.1016/j.rbmo.2018.05.012

Pavlovych O, Hapon H, Yurchuk T, Repin M, Marchenko L, Govorukha T, Petrushko M. Ultrastructural and Functional Characteristics of Human Spermatozoa After Cryopreservation by Vitrification. Probl Cryobiol Cryomed. 2020;30(1):24-33. doi.org/10.15407/cryo30.01.024.

Falagario D, Brucculeri AM, Depalo R, Trerotoli P, Cittadini E, Ruvolo G. Sperm head vacuolization affects clinical outcome in ICSI cycle. A proposal of a cut–off value. J Assist Reprod Genet. 2012;29(11):1281–1287. doi:10.1007/s10815–012–9858–z.

Sakkas D. Novel technologies for selecting the best sperm for in vitro fertilization and intracytoplasmic sperm injection. Fertil Steril. 2013. 99(4):1023–1029. doi.org/10.1016/j.fertnstert.2012.12.025

WHO laboratory manual for the Examination and processing of human semen fifth edition. World Health Organization, Department of Reproductive Health and Research. 2010. 287p.

Talarczyk-Desole J, Berger A, Taszarek-Hauke G, Hauke J, Pawelczyk L, Jedrzejczak P. Manual vs. computer–assisted sperm analysis: can CASA replace manual assessment of human semen in clinical practice? Ginekol Pol. 2017;88(2):56–60. doi:10.5603/GP.a2017.0012.

Perdrix A, Saïdi R, Ménard JF, Gruel E, Milazzo JP, Macé B, Rives N. Relationship between conventional sperm parameters and motile sperm organelle morphology examination (MSOME). Int J Androl 2012; 35(4): 491–498. doi: 10.1111 / j.1365-2605.2012.01249.x.

Komiya A, Watanabe A, Kawauchi Y, Fuse H. Sperm with large nuclear vacuoles and semen quality in the evaluation of male infertility. Syst Biol Reprod Med. 2013; 59 (1): 13–20. doi:10.3109/19396368.2012.729174.

Bartoov B, Berkovitz A, Eltes F. Selection of spermatozoa with normal nuclei to improve the pregnancy rate with intracytoplasmic sperm injection. N Engl J Med 2001; 345(14): 1067–1068. doi:10.1056/NEJM200110043451416.

Berkovitz A, Eltes F, Ellenbogen A. Does the presence of nuclear vacuoles in human sperm selected for ICSI affect pregnancy outcome? Hum Reprod. 2006; 21(7): 1787–1790. doi:10.1093/humrep/del049.

De Vos A, Van de Velde H, Bocken G, Eylenbosch G, Franceus N, Meersdom G, Tistaert S, Vankelecom A, Tournaye H, Verheyen G. Blastocyst development after sperm selection at high magnification is associated with size and number of nuclear vacuoles. Reprod Biomed Online. 2008; 17(5): 617–627. doi:10.1016/s1472-6483(10)60308-2.

Sermondade N, Hafhouf E, Dupont C, Bechoua S, Palacios C, Eustache F, Poncelet C, Benzacken B, Lévy R, Sifer C. Successful childbirth after intracytoplasmic morphologically selected sperm injection without assisted oocyte activation in a patient with globozoospermia. Hum Reprod. 2011; 26: 2944–2949. doi:10.1093/humrep/der258.

Oliveira JB, Massaro FC, Baruffi RL, Mauri AL, Petersen CG, Silva LF, Vagnini LD, Franco JG Jr. Correlation between semen analysis by motile sperm organelle morphology examination and sperm DNA damage. Fertil Steril. 2010; 94(5): 1937–1940. doi:10.1016/j.fertnstert.2010.01.042.

Franco JGJr, Baruffi RL, Mauri AL, Petersen CG, Oliveira JB, Vagnini L. Significance of large nuclear vacuoles in human spermatozoa: Implications for ICSI. Reprod Biomed Online. 2008; 17(1): 42–45. doi:10.1016/s1472-6483(10)60291-x.

Kacem O, Sifer C, Barraud-Lange V, Ducot B, De Ziegler D, Poirot C, Wolf J. Sperm nuclear vacuoles, as assessed by motile sperm organellar morphological examination, are mostly of acrosomal origin. Reprod Biomed Online 2010; 20(1): 132–137. doi:10.1016/j.rbmo.2009.10.014.

Montjean D, Belloc S, Benkhalifa M, Dalleac A, Ménézo Y. Sperm vacuoles are linked to capacitation and acrosomal status. Hum Reprod. 2012; 27(10): 2927–2932. doi:10.1093/humrep/des266.

Neyer A, Vanderzwalmen P, Bach M, Stecher A, Spitzer D, Zech N. Sperm head vacuoles are not affected by in–vitro conditions, as analysed by a system of sperm–microcapture channels. Reprod BioMed Online. 2013; 26(4):368–377. doi: 10.1016/j.rbmo.2012.11.021

Wilding M, Coppola G, di Matteo L, Palagiano A, Fusco E, Dale B. Intracytoplasmic injection of morphologically selected spermatozoa (IMSI) improves outcome after assisted reproduction by deselecting physiologically poor quality spermatozoa. J Assist Reprod Genet. 2011; 28(3): 253–262. doi:10.1007/s10815-010-9505-5

Boitrelle F, Ferfouri F, Petit JM, Segretain D, Tourain C, Bergere M, Bailly M, Vialard F, Albert M, Selva J. Large human sperm vacuoles observed in motile spermatozoa under high magnification: Nuclear thumbprints linked to failure of chromatin condensation. Hum Reprod. 2011; 26(7): 1650–1658. doi:10.1093/humrep/der129.

Perdrix A, Travers A, Clatot F, Sibert L, Mitchell V, Jumeau F, Macé B, Rives N. Modification of chromosomal architecture in human spermatozoa with large vacuoles. Andrology. 2013; 1(1): 57–66. doi:10.1111/j.2047-2927.2012.00016.x.

Agarwal A, Borges Jr A, Setti A. Non–invasive sperm selection for in vitro fertilization. Berlin: Springer, p. 113–116.

Almeida C, Sousa M, Barros A. Phosphatidylserine translocation in human spermatozoa from impaired spermatogenesis. Reprod Biomed Online. 2009; 19(6):770–7. doi:10.1016/j.rbmo.2009.10.002.

Kotwicka M, Filipiak K, Jedrzejczak P, Warchol JB. Caspase–3 activation and phosphatidylserine membrane translocation in human spermatozoa: is there a relationship? Reprod Biomed Online. 2008; 16 (5):657–63. doi:10.1016/s1472-6483(10)60479-8.

Lavolpe M, Lorenzi D, Greco E, Nodar F, Alvarez Sedó C. Relationship Between Sperm DNA Fragmentation and Nuclear Vacuoles. JBRA Assist Reprod. 2015;9(2):70–74. doi:10.5935/1518–0557.20150016.

Taherzadeh S, Khalili MA, Agha-Rahimi A, Anbari F, Ghazali S, Macchiarelli G. Vitrification increased vacuolization of human spematozoa: application of MSOME technology. J Reprod Infertil. 2017; 18(2): 225–230.

Gatimel N, Leandri R, Parinaud J. Sperm vacuoles are not modified by freezing–thawing procedures. Reprod Biomed Online. 2013; 26(3): 240–246. doi:10.1016/j.rbmo.2012.11.019.

Boitrelle F, Albert M, Theillac C, Ferfouri F, Bergere M, Vialard F, Wainer R, Bailly M, Selva J. Cryopreservation of human spermatozoa decreases the number of motile normal spermatozoa, induces nuclear vacuolization and chromatin decondensation. J Androl. 2012; 33(6): 1371–1378. doi:10.2164/jandrol.112.016980.




Morphologia